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Datation au radiocarbone et analyse isotopique des insectes (chitine)

March 21, 2022

Les restes d’insectes sont datés à l’aide de l’exosquelette constitué de chitine, qui est une substance fibreuse composée de polysaccharides. Compte tenu de la très petite taille et du poids des exosquelettes, ils ont toujours été très difficiles à dater. Toutefois, avec les progrès récents de la spectrométrie de masse par accélérateur (AMS), de très petites quantités de chitine sont nécessaires pour une datation précise au radiocarbone, par ex. 3-4 capsules céphaliques ou 5-6 segments alaires intacts (Elias, 2010).

Datation au radiocarbone d’insectes

fly exoskeletonLa datation au carbone 14 et l’analyse des insectes présentent un intérêt pour les études archéologiques et paléoenvironnementales. Par exemple, des travaux approfondis sur les insectes et les momies ont été réalisés par le Manchester Museum. Les chercheurs ont trouvé des insectes issus de la décomposition de corps momifiés (par ex. Anthrenus museorum L.) ainsi que des insectes qui se sont intégrés à la momie lors de l’enveloppement (par ex. Chrysomya albiceps) (David, 1979), dont la datation vient d’être confirmée par la technologie AMS (Panagiotakopulu et al. 2014). Cependant, de telles études ont montré que les produits chimiques utilisés dans les processus de momification (par exemple, le bitume) peuvent avoir un effet sur la fiabilité des datations de la chitine des insectes. Afin de vérifier les dates des insectes, une datation parallèle de la matière végétale contemporaine peut être effectuée (Panagiotakopoulou et al. 2014).

Analyse isotopique stable de la chitine

Le matériau de chitine de l’exosquelette d’insecte est un minéral idéal pour une analyse isotopique plus poussée étant donné sa résistance à la solubilité et à la décomposition. Lorsque les conditions le permettront, les atomes d’azote, de carbone et de strontium resteront stables dans la structure de la chitine pendant des millions d’années, permettant la reconstruction des environnements passés (Elias, 2010). Les insectes incorporent ces isotopes dans leur structure par leur régime alimentaire et leur consommation d’eau, ce qui leur permet d’être utilisés pour reconstituer la variabilité de ces isotopes dans l’espace et dans le temps.

Ant exoskeleton SEMPar exemple, la chitine des ailes de papillon monarque a également été analysée pour le strontium (87Sr/86Sr) afin d’étudier les schémas de migration en corrélant la chimie des ailes avec la végétation et les sols locaux (Flockhart et al. 2015). Semblables à d’autres organismes, les isotopes d’azote et de carbone peuvent également être utilisés pour reconstruire le régime alimentaire et le niveau trophique. Par exemple, Schimmelmann (2010) a démontré que les valeurs de δ15N dans la chitine des insectes sont plus positives avec l’augmentation des niveaux trophiques. Les sujets d’étude supplémentaires incluent la préférence alimentaire (Adams et al. 2016), la niche alimentaire (Santi-Júnior et al. 2018), l’origine natale (Flockhart et al. 2017) et la transmission de la maladie (Schmidt et al. 2011).

Alors que différentes relations ont été confirmées entre la variabilité environnementale et les isotopes stables dans la chitine des insectes, ces corrélations peuvent être compliquées par des changements d’incorporation à différents stades de vie et entre différentes espèces (Gratton & Forbes, 2006).

Datation AMS de la chitine d’insecte par Beta Analytic

recommended sample size Quantités recommandées (de plus petites quantités sont possibles pour l’AMS – veuillez nous contacter)
  • 10-50 milligrammes
carbon dating services Services de datation au carbone
  • AMS Standard – les résultats sont communiqués sous 14 jours ouvrés ou moins
  • AMS Priority – 6 jours ouvrés ou moins
  • AMS Time Guide – 2-3 jours ouvrés
analyses included Analyses incluses avec la datation au carbone 14 (si la taille de l’échantillon le permet)
  • δ13C
recommended container Contenants recommandés
  • Enveloppez les échantillons d’insectes dans du papier d’aluminium puis placez-les dans une pochette avant de les mettre dans un sac Ziplock étiqueté.
  • Envoyez les échantillons dans de petites boîtes au lieu d’enveloppes pour éviter que les échantillons ne soient écrasés pendant le transport.
lab recommendation
  • Nos tarifs comprennent les rapports d’assurance qualité, la calibration et l’accès internet 24h/24 et 7j/7 aux résultats antérieurs et aux analyses en cours.

Prétraitement – Il est important de comprendre les prétraitements appliqués aux échantillons car ils affectent directement le résultat final. N’hésitez pas à ajouter des instructions spécifiques concernant le prétraitement ou le rapport d’analyse.

Pour obtenir nos tarifs de datation au radiocarbone, veuillez utiliser ce formulaire.

Autre service disponible pour la chitine d’insecte : analyse des isotopes stables (δ13C et δ15N)


Références :

Adams, M.O., Seifert, C.L., Lehner, L., Truxa, C., Wanek, W. & Fiedler, K. (2016) Stable isotope signatures reflect dietary diversity in European forest moths. Frontiers in Zoology, 13, 37.

David, A.R. Manchester Museum, (1979). Projet de momie du musée de Manchester : recherche multidisciplinaire sur les restes momifiés de l’Égypte ancienne. Manchester University Press.

Elias, S.A., (2010). 14 Beetle Chitin Isotope Studies. Developments in Quaternary Sciences, 12, pp.219-222.

Flockhart, D.T., Brower, L.P., Ramirez, M.I., Hobson, K.A., Wassenaar, L.I., Altizer, S. et al. (2017) Regional climate on the breeding grounds predicts variation in the natal origin of monarch butterflies overwintering in Mexico over 38 years. Global Change Biology, 23, 2565–2576.

Flockhart, D.T., Kyser, T.K., Chipley, D., Miller, N.G. and Norris, D.R., (2015). Les preuves expérimentales ne montrent aucun fractionnement des isotopes du strontium (87Sr/86Sr) entre le sol, les plantes et les herbivores : implications pour le suivi de la faune et la science médico-légale. Isotopes in environmental and health studies, 51(3), pp.372-381.

Gratton, C. & Forbes, A.E. (2006) Changes in δ13C stable isotopes in multiple tissues of insect predators fed isotopically distinct prey. Oecologia, 147, 615–624.

Panagiotakopulu, E., Higham, T.F., Buckland, P.C., Tripp, J.A. and Hedges, R.E., (2015). Datation AMS de la chitine d’insecte – Une discussion sur les nouvelles dates, problèmes et potentiels. Quaternary Geochronology, 27, pp.22-32.

Santi-Júnior, A.D., Botteon, V.W., Mastrangelo, T. & Moreira, M.Z. (2018) Trophic ecology of citrus pests based on stable isotope analysis. Scientia Agricola, 75, 504–508.

Schimmelmann, A., (2011). Rapports des isotopes stables du carbone, de l’azote et de l’oxygène dans la chitine. Dans Chitin (pp. 81-103). Springer, Dordrech

Schmidt, O., Dautel, H., Newton, J. & Gray, J.S. (2011) Natural isotope signatures of host blood are replicated in moulted ticks. Ticks and tick-borne diseases, 2, 225–227.

Tripp, J.A., Higham, T.F.G. and Hedges, R.E.M., (2004). Une procédure de prétraitement pour la datation au radiocarbone AMS des restes d’insectes sous-fossiles. Radiocarbon, 46(1), pp.147-154.

Crédits photo :Karthik Easvur (CC BY-SA 3.0) et USGS (domaine public) via Wikimedia Commons


La version anglaise de cet article a été initialement publiée le samedi 29 janvier 2022.